The comparision of two diagnostic methods for detection of Helicobacter pylori in gastric mucosa
- Authors: Krasin V.V.1,2, Chasanov R.S.1,2, Garifullin R.I.1,2, Maksimov P.A.1,2, Kiassov A.P.1,2
-
Affiliations:
- Clinical Oncology Center, Ministry of Health of the Republic of Tatarstan
- Kazan State Medical University
- Issue: Vol 78, No 5 (1997)
- Pages: 339-340
- Section: Articles
- Submitted: 22.10.2021
- Accepted: 22.10.2021
- Published: 15.10.1997
- URL: https://kazanmedjournal.ru/kazanmedj/article/view/83568
- DOI: https://doi.org/10.17816/kazmj83568
- ID: 83568
Cite item
Full Text
Abstract
The two diagnostic methods for detection of Helicobacter pylori have been tested. The first one was de-nol test, which was based on detection of the urease activity. The second one was the immunocytochemical method using the polyclonal antibodies against Helicobacter pylori. During the fibrogastroscopy of patients with gastric desease (20 persons) the small pieces of gastric mucosa were taken. The latters were used for preparation of smears and then for de-nol test. 18 patients have got the positive de-nol tests, and the analyses of two patients were negative. However, the Helicobacter pylori were detected in all cases, using the immunocytochemical staining with polyclonal antibodies against this bacterium. On the base of these results we have suggested that immunocytochemical staining of Helicobacter pylori is more informative and more precise than de-nol test.
Keywords
Full Text
Со времен открытия австралийскими исследователями В. Marshall и ЛС Warren микроорганизмов группы Hhelicobacter pylori (HP) доказана их ведущая роль в патогенезе гастрита, а также язвенной болезни желудка и двенадцатиперстной кишки [2, 4, 5]. Последнее обстоятельство послужило толчком для разработки методов диагностики, позволяющих быстро и с высокой долей достоверности выявлять HP. К таким методам по праву можно отнести следующие: 1) выявление бактерий в антральных биоптатах рутинными гистологическими методами [9]; 2) микробиологические методы культивирования «Микроорганизмов [6]; 3) иммуноферментный анализ, позволяющий обнаружить антитела IgG, IgA и IgM классов в сыворотке крови, а также секреторные IgG и IgM в слюне и содержимом желудка, образующиеся у всех больных, инфицированных HP [1, 4]; 4) де-нол тест сдвигающего pH среды в щелочную сторону и соответственно изменяющего цвет индикатора от желтого к малиновому. HP является единственным из колонизирующих слизистую оболочку желудка видов бактерий, который вырабатывает уреазу в количествах, достаточных для разложения мочевины в условиях этого теста. Слизь же, полученную после соскоба, помещали на предметные стекла и после высушивания фиксировали в течение 10 минут в абсолютном ацетоне. После этого препараты вымачивали в забуференном физиологическом растворе (0,1 М трис-буфер, pH 7,4), инкубировали 20 минут с неиммунизированной сывороткой свиньи, а затем в течение 30 минут с кроличьими поликлональными антителами против HP. Препараты трижды отмывали в том же буферном растворе по 3 минуты и инкубировали 30 минут со вторичными антителами, меченными пероксидазой хрена. В качестве вторичных антител использовали конъюгированные с пероксидазой хрена иммуноглобулины свиньи против иммуноглобулинов кролика (Dako, разведение 1:100). Далее препараты отмывали так же, как и после обработки первичными антителами. В качестве субстрата пероксидазной реакции использовали раствор амино-этилкарбозола и перекиси водорода в ацетатном буфере (pH 5,0). Ядра подкрашивали гематоксилином, препараты заключали в глицерогель (Dako, Denmark). Контроль специфичности иммуноцитохимической реакции проводили путем замены первичных антител неиммунной сывороткой кролика.
При исследовании биоптатов, взятых у больных, цвет де-нол теста в разных случаях менялся в промежутках времени от 1 до 5 часов и более. В аннотации же, приложенной к тесту, было указано, что изменение цвета среды должно
происходить в течение 20 минут или максимум часа. В 18 случаях реакция оказалась положительной и в 2 случаях, когда цвет индикатора не изменился, — отрицательной.
Иммуноцитохимически НР-инфицирование было диагностировано у всех 20 обследованных нами пациентов. При микроскопии препаратов были видны красные спиралевидные и S-образные бактерии (см. рис.), по количеству которых в полях зрения можно оценивать степень обсемененности слизистой оболочки желудка HP. На основании изложенного реакция де-нол теста в упомянутых выше 2 случаях была расценена как ложноотрицательная. Мы предполагаем, что ложноотрицательная реакция может быть следствием использования пациентом для лечения лекарственных препаратов, способных видоизменить статус HP (антибиотики, антимикробные средства, препараты висмута), а также по причине небольшого количества бактерий на единице площади слизистой оболочки желудка.
Рис. 1. Мазок со слизистой желудка, окрашенный антителами против Helicobacter pylori. Продукт иммуноцитохимической реакции локализован в бактериях (стрелки), х 900.
Для диагностики HP оптимально применение иммуноцитохимического метода, поскольку он имеет ряд преимуществ. Во-первых, для проведения исследования необходим лишь соскоб со слизистой оболочки желудка, что менее травматично, чем бранш-биопсия. Во-вторых, возможна количественная оценка инфицированности HP, что немаловажно в выборе адекватных доз препаратов при последующем лечении хеликобактериоза. В-третьих, требуется стабильное и сравнительно небольшое время приготовления иммуноцитохимического
препарата (около 2 часов); в-четвертых, этот метод обладает 100%-й чувствительностью.
Возможность хранения препаратов, в свою очередь, позволит изучать динамику процессов лечения и рецидивирования хеликобактериоза.
Авторы выражают глубокую признательностъ за техническую и методическую помощь в проведении лабораторных исследований С. Г. Галямовой и А.А. Гумеровой.
About the authors
V. V. Krasin
Clinical Oncology Center, Ministry of Health of the Republic of Tatarstan; Kazan State Medical University
Author for correspondence.
Email: info@eco-vector.com
Russian Federation
R. Sh. Chasanov
Clinical Oncology Center, Ministry of Health of the Republic of Tatarstan; Kazan State Medical University
Email: info@eco-vector.com
Russian Federation
R. I. Garifullin
Clinical Oncology Center, Ministry of Health of the Republic of Tatarstan; Kazan State Medical University
Email: info@eco-vector.com
Russian Federation
P. A. Maksimov
Clinical Oncology Center, Ministry of Health of the Republic of Tatarstan; Kazan State Medical University
Email: info@eco-vector.com
Russian Federation
A. P. Kiassov
Clinical Oncology Center, Ministry of Health of the Republic of Tatarstan; Kazan State Medical University
Email: info@eco-vector.com
Russian Federation
References
Supplementary files
