Структурные особенности агрегатов скелетномышечного титина

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Титин – мультидоменный белок поперечно-полосатых и гладких мышц позвоночных, состоит из повторяющихся иммуноглобулин-подобных (Ig) и фибронектин-подобных (FnIII) доменов, представляющих собой β-сэндвичи с преобладающей β-структурой, а также содержит неупорядоченные участки. Методами атомно-силовой микроскопии (АСМ), рентгеновской дифракции и инфракрасной спектроскопии с преобразованием Фурье (ИК-Фурье) нами изучена морфология и структура агрегатов титина скелетных мышц кролика, полученных в двух разных растворах: 0.15 М глицин-КОН рН 7.0 и 200 мМ KCl, 10 мM имидазол pH, 7.0. По данным АСМ скелетномышечный титин формировал в этих двух растворах аморфные агрегаты разной морфологии. Аморфные агрегаты титина, сформированные в растворе, содержащем глицин, состояли из гораздо более крупных частиц, чем агрегаты, сформированные в растворе, содержащем KCl. Последние, по данным АСМ, имели вид структуры, напоминающей “губку”, тогда как аморфные “глицин-агрегаты” титина формировали “ветвящиеся” структуры. Методом спектрофлуориметрии выявлена способность “глицин-агрегатов” титина связываться с красителем тиофлавином Т, а методом рентгеновской дифракции в них обнаружен один из элементов амилоидной кросс-β-структуры – рефлекс ~4.6 Å. Эти данные показывают, что “глицин-агрегаты” титина являются амилоидными или амилоидоподобными. Аналогичные структурные особенности у “KCl-агрегатов” титина не выявлены; эти агрегаты не обладали способностью связываться с тиофлавином Т, что свидетельствует об их неамилоидной природе. Методом ИК-Фурье-спектроскопии обнаружены различия во вторичной структуре двух типов агрегатов титина. Полученные данные выявляют особенности структурных изменений при формировании межмолекулярных связей между молекулами гигантского белка титина в процессе его агрегации и расширяют представления о процессе амилоидной агрегации белков.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Л. Г. Бобылёва

Институт теоретической и экспериментальной биофизики Российской академии наук

Email: ivanvikhlyantsev@gmail.com
Россия, Пущино, Московская обл., 142290

Т. А. Урюпина

Институт теоретической и экспериментальной биофизики Российской академии наук

Email: ivanvikhlyantsev@gmail.com
Россия, Пущино, Московская обл., 142290

Н. В. Пеньков

Институт биофизики клетки Российской академии наук, Федеральный исследовательский центр “Пущинский научный центр биологических исследований Российской академии наук”

Email: ivanvikhlyantsev@gmail.com
Россия, Пущино, Московская обл., 142290

М. А. Тимченко

Институт теоретической и экспериментальной биофизики Российской академии наук

Email: ivanvikhlyantsev@gmail.com
Россия, Пущино, Московская обл., 142290

А. Д. Уланова

Институт теоретической и экспериментальной биофизики Российской академии наук

Email: ivanvikhlyantsev@gmail.com
Россия, Пущино, Московская обл., 142290

А. Г. Габдулхаков

Институт белка Российской академии наук

Email: ivanvikhlyantsev@gmail.com
Россия, Пущино, Московская обл., 142290

И. М. Вихлянцев

Институт теоретической и экспериментальной биофизики Российской академии наук

Автор, ответственный за переписку.
Email: ivanvikhlyantsev@gmail.com
Россия, Пущино, Московская обл., 142290

А. Г. Бобылёв

Институт теоретической и экспериментальной биофизики Российской академии наук

Email: bobylev1982@gmail.com
Россия, Пущино, Московская обл., 142290

Список литературы

  1. Tsytlonok M., Craig P.O., Sivertsson E., Serquera D., Perrett S., Best R.B., Wolynes P.G., Itzhaki L.S. (2013) Complex energy landscape of a giant repeat protein. Structure. 21(11), 1954–1965. doi: 10.1016/j.str.2013.08.028
  2. Tian P., Best R.B. (2016) Best structural determinants of misfolding in multidomain proteins. PLoS Comput. Biol. 12(5), e1004933. doi: 10.1371/journal.pcbi.1004933
  3. Dobson C.M. (2003) Protein folding and misfolding. Nature. 426(6968), 884–890. doi: 10.1038/nature02261
  4. Rousseau F., Schymkowitz J., Itzhaki L.S. (2012) Implications of 3D domain swapping for protein folding, misfolding and function. Adv. Exp. Med. Biol. 747, 137–152. doi: 10.1007/978-1-4614-3229-6_9
  5. Knowles T.P., Vendruscolo M., Dobson C.M. (2014) The amyloid state and its association with protein misfolding diseases. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 15(6), 384–396. doi: 10.1038/nrm3810
  6. Dobson C.M. (2004) Experimental investigation of protein folding and misfolding. Methods. 34(1), 4–14. doi: 10.1016/j.ymeth.2004.03.002
  7. Buxbaum J.N., Linke R.P. (2000) A molecular history of the amyloidosis. J. Mol. Biol. 421(2–3), 142–159. doi: 10.1016/j.jmb.2012.01.024
  8. Sunde M., Serpell L.C., Bartlam M., Fraser P.E., Pepys M.B., Blake C.С. (1997) Common core structure of amyloid fibrils by synchrotron X-ray diffraction. J. Mol. Biol. 273(3), 729–739. doi: 10.1006/jmbi.1997.1348
  9. Nelson R., Eisenberg D. (2006) Recent atomic models of amyloid fibril structure. Curr. Opin. Struct. Biol. 16(2), 260–265. doi: 10.1016/j.sbi.2006.03.007
  10. Olsen A., Jonsson A., Normark S. (1989) Fibronectin binding mediated by a novel class of surface organelles on Escherichia coli. Nature. 338, 652–655.doi: 10.1038/338652a0
  11. Rçmling U., Bian Z., Hammar M., Sierralta W.D., Normark S. (1998) Curli fibers are highly conserved between Salmonella typhimurium and Escherichia coli with respect to open structure and regulation. J. Bacteriol. 180, 722–731. doi: 10.1128/JB.180.3.722-731.1998
  12. Otzen D., Nielsen P.H. (2008) We find them here, we find them there: functional bacterial amyloid. Cell Mol. Life Sci. 65(6), 910–927. doi: 10.1007/s00018-007-7404-4
  13. Claessen D., Rink R., de Jong W., Siebring J., de Vreughd P., Boersma F.G.H., Dijkhuizen L., Wçsten H.A.B. (2003) A novel class of secreted hydrophobic proteins is involved in aerial hyphae formation in Streptomyces coelicolor by forming amyloid-like fibrils. Genes Dev. 17, 1714–1726. doi: 10.1101/gad.264303
  14. Si K., Lindquist S.L., Kandel E.R. (2003) A neuronal isoform of the aplysia CPEB has prion-like properties. Cell. 115, 879–891. doi: 10.1016/s0092-8674(03)01020-1
  15. Fowler D.M., Koulov A.V., Alory-Jost C., Marks M.S., Balch W.E., Kelly J.W. (2006) Functional amyloid formation within mammalian tissue. PLoS Biol. 4, 1–8. doi: 10.1371/journal.pbio.0040006
  16. Berson J.F., Theos A.C., Harper D.C., Tenza D., Raposo G., Marks M.S. (2003) Proprotein convertase cleavage liberates a fibrillogenic fragment of a resident glycoprotein to initiate melanosome biogenesis. J. Cell. Biol. 161, 521–533.
  17. Wang K., McClure J., Tu A. (1979) Titin: major myofibrillar components of striated muscle. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 76(8), 3698–3702. doi: 10.1073/pnas.76.8.3698
  18. Maruyama K., Kimura S., Ohashi K., Kuwano Y. (1981) Connectin, an elastic protein of muscle. Identification of “titin” with connectin. J. Biochem. 89(3), 701–709. doi: 10.1093/oxfordjournals.jbchem.a133249
  19. Guo W., Bharmal S.J., Esbona K., Greaser M.L. (2010) Titin diversity–alternative splicing gone wild. J. Biomed. Biotechnol. 2010, 753675. doi: 10.1155/2010/753675
  20. Kim K., Keller T.C. 3rd. (2002) Smitin, a novel smooth muscle titin-like protein, interacts with myosin filaments in vivo and in vitro. J. Cell. Biol. 156, 101–111. doi: 10.1083/jcb.200107037
  21. Greaser M.L., Warren C.M., Esbona K., Guo W., Duan Y., Parrish A.M., Krzesinski P.R., Norman H.S., Dunning S., Fitzsimons D.P., Moss R.L. (2008) Mutation that dramatically alters rat titin isoform expression and cardiomyocyte passive tension. J. Mol. Cell. Cardiol. 44(6), 983–991. doi: 10.1016/j.yjmcc.2008.02.272
  22. Labeit S., Lahmers S., Burkart C., Fong C., McNabb M., Witt S., Witt C., Labeit D., Granzier H. (2006) Expression of distinct classes of titin isoforms in striated and smooth muscles by alternative splicing, and their conserved interaction with filamins. J. Mol. Biol. 362(4), 664–681. doi: 10.1016/j.jmb.2006.07.077
  23. Granzier H.L., Irving T.C. (1995) Passive tension in cardiac muscle: contribution of collagen, titin, microtubules, and intermediate filaments. Biophys. J. 68(3), 1027–1044. doi: 10.1016/s0006-3495(95)80278-x
  24. Linke W. (2008) Sense and stretchability: the role of titin and titin-associated proteins in myocardial stress-sensing and mechanical dysfunction. Cardiovasc. Res. 77(4), 637–648. doi: 10.1016/j.cardiores.2007.03.029
  25. Tskhovrebova L., Trinick J. (2010) Roles of titin in the structure and elasticity of the sarcomere. J. Biomed. Biotechnol. 2010, 612482. doi: 10.1155/2010/612482
  26. Gautel M. (2011b) The sarcomeric cytoskeleton: who picks up the strain? Curr. Opin. Cell Biol. 23(1), 39–46. doi: 10.1016/j.ceb.2010.12.001
  27. Bobylev A.G., Galzitskaya O.V., Fadeev R.S., Bobyleva L.G., Yurshenas D.A., Molochkov N.V., Dovidchenko N.V., Selivanova O.M., Penkov N.V., Podlubnaya Z.A., Vikhlyantsev I.M. (2016) Smooth muscle titin forms in vitro amyloid aggregates. Biosci. Rep. 36(3), e00334. doi: 10.1042/BSR20160066
  28. Yakupova E.I., Vikhlyantsev I.M., Bobyleva L.G., Penkov N.V., Timchenko A.A., Timchenko M.A., Enin G.A., Khutzian S.S., Selivanova O.M., Bobylev A.G. (2018) Different amyloid aggregation of smooth muscles titin in vitro. J. Biomol. Struct. Dyn. 36(9), 2237–2248. doi: 10.1080/07391102.2017.1348988
  29. Bobylev A.G., Fadeev R.S., Bobyleva L.G., Kobyakova M.I., Shlyapnikov Y.M., Popov D.V., Vikhlyantsev I.M. (2021) Amyloid aggregates of smooth-muscle titin impair cell adhesion. Int. J. Mol. Sci. 22(9), 4579. doi: 10.3390/ijms22094579
  30. Soteriou A., Gamage M., Trinick J. (1993) A survey of interactions made by the giant protein titin. J. Cell Sci. 104(Pt 1), 119–123. doi: 10.1242/jcs.104.1.119
  31. Trinick J., Knight P., Whiting A. (1984) Purification and properties of native titin. J. Mol. Biol. 180(2), 331–356. doi: 10.1016/s0022-2836(84)80007-8
  32. Vikhlyantsev I.M., Podlubnaya Z.A. (2017) Nuances of electrophoresis study of titin/connectin. Biophys. Rev. 9(3), 189–199. doi: 10.1007/s12551-017-0266-6
  33. Fritz J.D., Swartz D.R., Greaser M.L. (1989) Factors affecting polyacrilamide gel electrophoresis and electroblotting of high-molecular-weight myofibrillar proteins. Analyt. Biochem. 180(2), 205–210. doi: 10.1016/0003-2697(89)90116-4
  34. Towbin H., Staehelin T., Gordon J. (1989) Immunoblotting in the clinical laboratory. J. Clin. Chem. Clin. Biochem. 27(8), 495–501.
  35. Venyaminov S., Prendergast F.G. (1997) Water (H2O and D2O) molar absorptivity in the 1000–4000 cm-1 range and quantitative infrared spectroscopy of aqueous solutions. Anal. Biochem. 248(2), 234–245. doi: 10.1006/abio.1997.2136
  36. Venyaminov S.Y., Kalnin N.N. (1990) Quantitative IR spectrophotometry of peptide compounds in water (H2O) solutions. II. Amide absorption bands of polypeptides and fibrous proteins in α-, β-, and random coil conformations. Biopolymers. 30, 1259–1271. doi: 10.1002/bip.360301310
  37. Makin O.S., Serpell L.C. (2005) Structures for amyloid fibrils. FEBS J. 272(23), 5950–5961. doi: 10.1111/j.1742-4658.2005.05025.x
  38. Astbury W.T., Dickinson S., Bailey K. (1935) The X-ray diffraction interpretation of denaturation and the structure of seed globulins. Biochem. J. 29(10), 2351–2360. doi: 10.1042/bj0292351
  39. Eanes E.D., Glenner G.G. (1968) X-ray diffraction studies on amyloid filaments J. Histochem. Cytochem. 16(11), 673–677. doi: 10.1177/16.11.673
  40. Jahn T.R., Makin O.S., Morris K.L., Marshall K.E., Tian P., Sikorski P., Serpell L.C. (2010) The common architecture of cross-beta amyloid. J. Mol. Biol. 395(4), 717–727. doi: 10.1016/j.jmb.2009.09.039
  41. Dogra P., Bhattacharya M., Mukhopadhyay S. (2017) pH-Responsive mechanistic switch regulates the formation of dendritic and fibrillar nanostructures of a functional amyloid. J. Phys. Chem. B. 121(2), 412–419. doi: 10.1021/acs.jpcb.6b11281
  42. Serpell L.C., Berriman J., Jakes R., Goedert M., Crowther R.A. (2000) Fiber diffraction of synthetic alpha-synuclein filaments shows amyloid-like cross-beta conformation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 97(9), 4897–4902. doi: 10.1073/pnas.97.9.4897
  43. Бобылёв А.Г., Якупова Э.И., Бобылёва Л.Г., Галзитская О.В., Никулин А.Д., Шумейко С.А., Юршенас Д.А., Вихлянцев И.М. (2020) Изменения структуры титина при его агрегации. Молекуляр. биология. 54(4), 643–652. doi: 10.31857/S0026898420040047
  44. Zandomeneghi G., Krebs M.R., McCammon M.G., Fändrich M. (2004) FTIR reveals structural differences between native beta-sheet proteins and amyloid fibrils. Protein Sci. 13(12), 3314–3321. doi: 10.1110/ps.041024904
  45. Borgia A., Kemplen K.R., Borgia M.B., Soranno A., Shammas S., Wunderlich B., Nettels D., Best R.B., Clarke J., Schuler B. (2015) Transient misfolding dominates multidomain protein folding. Nat. Commun. 6(8861), 8861. doi: 10.1038/ncomms9861

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. ДСН-гель-электрофорез и Вестерн-блотинг титина скелетных мышц кролика. а – ДСН-ЭФ препарата очищенного титина (две правые дорожки). Левая дорожка – m. soleus кролика (контроль). Электрофорез проведен в 7%-ном полиакриламидном геле. Указаны полосы актина, тяжелых цепей миозина (ТЦМ), небулина и титина. б – Вестерн-блотинг титина с использованием моноклональных антител АВ5. Электрофорез проведен в 2.2%-ном полиакриламидном геле, укрепленном агарозой. Левая дорожка – m. soleus кролика (контроль). Две правые дорожки – очищенные препараты титина. в – ДСН-ЭФ в 7%-ном полиакриламидном геле препарата очищенного титина (дорожка слева) и Вестерн-блотинг титина с использованием моноклональных антител 9D10 (дорожка справа). Т1 – полноразмерные молекулы титина, расположенные в саркомере от M-линии до Z-диска. Т2 – фрагменты титина-1, расположенные в А-диске саркомера вдоль миозиновых нитей.

Скачать (134KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Атомно-силовая микроскопия агрегатов титина. а – Атомно-силовая микроскопия агрегатов титина в растворе 0.15 М глицин-КОН, рН 7.0; квадраты 50 и 10 мкм2. б – Атомно-силовая микроскопия агрегатов титина в растворе 200 мМ KCl, 10 мM имидазол, pH 7.0; квадраты 10 и 4.5 мкм2. Время формирования агрегатов при 4 °С – 24 ч.

Скачать (322KB)
Метаданные
4. Рис. 3. а – Интенсивность флуоресценции ТТ в присутствии титина и агрегатов этого белка, сформированных в течение 24 ч в растворах, содержащих 0.15 М глицин-КОН, рН 7.0 (4, фиолетовый цвет) и 200 мМ KCl, 10 мM имидазол, pH 7.0 (2, зеленый цвет). Красный цвет (3) – интенсивность флуоресценции ТТ в присутствии молекулярной формы титина; б – ИК-Фурье-спектры титина и его агрегатов при 20 °C. Концентрация белка 36–42 мг/мл. Неагрегированный скелетномышечный титин (1, черный цвет). Агрегаты скелетномышечного титина, сформированные в растворе 200 мМ KCl, 10 мM имидазол, pH 7.0 (2, красный цвет). Агрегаты скелетномышечного титина, сформированные в растворе 0.15 М глицин-КОН, рН 7.0 (3, зеленый цвет).

Скачать (171KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Рентгеновская дифракция агрегатов титина скелетных мышц кролика после 24 ч агрегации. а – Картина рентгеновской дифракции аморфных агрегатов титина, сформированных в растворе, содержащем 0.15 М глицин-КОН, рН 7.0. Обнаружены следующие рефлексы: 5.9; 4.6; 4.3; 3.8; 3.6; 3.1; 3.04; 2.97; 2.8; 2.6; 2.53; 2.43 Å. Рефлекс ~4.6 Å относится к элементу кросс-β-структуры и характеризует расстояние между полипептидными цепями; б – Картина рентгеновской дифракции аморфных агрегатов титина, сформированных в растворе, содержащем 200 мМ KCl, 10 мM имидазол, pH 7.0. Обнаружены следующие рефлексы: 18.5; 12.5; 4.1; 3.7; 2.9; 2.48 Å.

Скачать (185KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024