Жидкостная биопсия плазмы и цереброспинальной жидкости с выявлением внеклеточной опухолевой ДНК как инструмент для диагностики и генотипирования глиом: наблюдательное одномоментное пилотное исследование



Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Доступ платный или только для подписчиков

Аннотация

Обоснование. Жидкостная биопсия является перспективным методом анализа опухолевого генетического материала в плазме и цереброспинальной жидкости. Эти биологические среды характеризуются низкой концентрацией данного материала. Предполагается, что предварительная амплификация может повысить чувствительность анализа.

Цель исследования. Оценить выявляемость и содержание внеклеточного опухолевого генетического материала в плазме и ликворе пациентов с глиомами с помощью цифровой капельной полимеразной цепной реакции без и с использованием преамплификации.

Методы. В исследование включены образцы плазмы и цереброспинальной жидкости 25 пациентов с впервые установленной глиомой, которым была назначена операция по частичному или полному удалению опухоли. ДНК выделяли из 2,5–5 мл ликвора и 5 мл плазмы. Каждый образец анализировали с помощью цифровой капельной полимеразной цепной реакции на наличие мутаций генов IDH1 R132H и промотора TERT C228T и C250T. Поиск мутаций проводили как в растворе выделенной ДНК, так и в растворе после предварительной амплификации. Порог ложноположительных сигналов устанавливали в серии экспериментов с анализом образцов дикого типа и отрицательного контроля без матрицы. При статистической обработке для сравнения парных данных использовали критерии Манна–Уитни и Уилкоксона, для определения корреляционных связей — критерий Спирмена.

Результаты. Чувствительность и специфичность жидкостной биопсии ликвора без преамплификации составили 14,3 и 100% для пациентов с глиомами степени злокачественности 1–3 и 50 и 100% для пациентов с глиомами степени 4. После преамплификации данные значения составили 57,1 и 50% для глиом степени 1–3 и 75 и 80% для глиом степени 4. Отмечена значимая взаимосвязь между уровнями внеклеточной ДНК и объёмом, степенью злокачественности опухоли, а также характером её контрастного накопления (отсутствие, умеренное/неравномерное, интенсивное, кольцевидное).

Заключение. Жидкостная биопсия с предварительной амплификацией ДНК обладает ограниченными чувствительностью и специфичностью в выявлении глиом, однако позволяет оценивать важные характеристики опухоли, что может быть полезно для выбора терапевтической тактики.

Об авторах

Тагир Ирекович Рахматуллин

Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова

Автор, ответственный за переписку.
Email: tagir.rakhmatullin@internet.ru
ORCID iD: 0000-0002-4601-3478
SPIN-код: 7068-1678

стажёр-исследователь

Россия, г. Москва

Марк Джайн

Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова

Email: jain-mark@outlook.com
ORCID iD: 0000-0002-6594-8113
SPIN-код: 3783-4441

канд. биол. наук, старший научный сотрудник

Россия, г. Москва

Лариса Михайловна Самоходская

Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова

Email: slm@fbm.msu.ru
ORCID iD: 0000-0001-6734-3989
SPIN-код: 5404-6202

канд. мед. наук, доцент

Россия, г. Москва

Иван Максимович Алексеев

Национальный медико-хирургический Центр им. Н.И. Пирогова

Email: alexeev.im@yandex.ru
ORCID iD: 0000-0001-8107-3065
SPIN-код: 9947-1988

врач-нейрохирург

Россия, г. Москва

Андрей Александрович Зуев

Национальный медико-хирургический Центр им. Н.И. Пирогова

Email: mosbrain@gmail.com
ORCID iD: 0000-0003-2974-1462
SPIN-код: 9377-4574

д-р мед. наук, профессор

Россия, г. Москва

Список литературы

  1. Ostrom QT, Price M, Neff C, et al. CBTRUS Statistical Report: Primary Brain and Other Central Nervous System Tumors Diagnosed in the United States in 2016-2020. Neuro-Oncology. 2023;25(Supplement_4):iv1–iv99. doi: 10.1093/NEUONC/NOAD149
  2. Miller KD, Ostrom QT, Kruchko C, et al. Brain and other central nervous system tumor statistics, 2021. Ca Cancer J Clin. 2021;71(5):381–406. doi: 10.3322/CAAC.21693 EDN: IFDGOH
  3. Weller M, Van den bent M, Preusser M, et al. EANO guidelines on the diagnosis and treatment of diffuse gliomas of adulthood. Nat Rev Clin Oncol. 2020;18(3):170–186. doi: 10.1038/s41571-020-00447-z EDN: JXVXQX
  4. Louis DN, Perry A, Wesseling P, et al. The 2021 WHO Classification of Tumors of the Central Nervous System: a summary. Neuro-Oncology. 2021;23(8):1231–1251. doi: 10.1093/NEUONC/NOAB106 EDN: BJWXKV
  5. Juratli TA, Cahill DP, Mccutcheon IE. Determining optimal treatment strategy for diffuse glioma: the emerging role of IDH mutations. Expert Rev Anticancer Ther. 2015;15(6):603–606. doi: 10.1586/14737140.2015.1047351 EDN: UQRFZV
  6. Alnahhas I. Molecular Testing in Gliomas: What is Necessary in Routine Clinical Practice? Curr Oncol Reports. 2024;26(11):1277–1282. doi: 10.1007/s11912-024-01602-w EDN: NQXASU
  7. Zacher A, Kaulich K, Stepanow S, et al. Molecular Diagnostics of Gliomas Using Next Generation Sequencing of a Glioma-Tailored Gene Panel. Brain Pathol. 2016;27(2):146–159. doi: 10.1111/bpa.12367 EDN: YVSLHX
  8. Rakhmatullin TI, Jain M, Samokhodskaya LM, Zuev AA. Liquid biopsy of gliomas with detection of extracellular tumor nucleic acids. J Clin Pr. 2024;15(3):82–95. doi: 10.17816/clinpract629883 EDN: XFYLDH
  9. Tunthanathip T, Madteng S. Factors associated with the extent of resection of glioblastoma. Precis Cancer Med. 2020;3:12–12. doi: 10.21037/PCM.2020.01.01 EDN: FISEEU
  10. Alhalabi OT, Dao Trong P, Kaes M, et al. Repeat surgery of recurrent glioma for molecularly informed treatment in the age of precision oncology: A risk-benefit analysis. J Neurooncol. 2024;167(2):245–255. doi: 10.1007/S11060-024-04595-5/TABLES/2 EDN: NQQGRD
  11. Jain M, Atayan D, Rakhmatullin T, et al. Cell-Free Tumor DNA Detection-Based Liquid Biopsy of Plasma and Bile in Patients with Various Pancreatic Neoplasms. Biomedicines. 2024;12(1):220. doi: 10.3390/BIOMEDICINES12010220 EDN: OPLSCE
  12. Diplas BH, Liu H, Yang R, et al. Sensitive and rapid detection of TERTpromoter and IDHmutations in diffuse gliomas. Neuro-Oncology. 2018;21(4):440–450. doi: 10.1093/NEUONC/NOY167 EDN: BTWJRQ
  13. Karacam B, Elbasan EB, Khan I, et al. Role of cell-free DNA and extracellular vesicles for diagnosis and surveillance in patients with glioma. J Liq Biopsy. 2024;4:100142. doi: 10.1016/j.jlb.2024.100142 EDN: ZFFAMT
  14. Riviere-Cazaux C, Dong X, Mo W, et al. Longitudinal Glioma Monitoring via Cerebrospinal Fluid Cell-Free DNA. Clin Cancer Res. 2024;31(5):881–889. doi: 10.1158/1078-0432.CCR-24-1814 EDN: AJMCHO
  15. Palande V, Detroja R, Gorohovski A, et al. A liquid biopsy platform for detecting gene-gene fusions as glioma diagnostic biomarkers and drug targets. bioRxiv. 2020. doi: 10.1101/2020.02.25.963975
  16. Bagley SJ, Nabavizadeh SA, Mays JJ, et al. Clinical Utility of Plasma Cell-Free DNA in Adult Patients with Newly Diagnosed Glioblastoma: A Pilot Prospective Study. Clin Cancer Res. 2020;26(2):397–407. doi: 10.1158/1078-0432.CCR-19-2533 EDN: GVFLPZ
  17. Orzan F, De bacco F, Lazzarini E, et al. Liquid Biopsy of Cerebrospinal Fluid Enables Selective Profiling of Glioma Molecular Subtypes at First Clinical Presentation. Clin Cancer Res. 2023;29(7):1252–1266. doi: 10.1158/1078-0432.CCR-22-2903 EDN: RAQNMO
  18. Zaytseva M, Usman N, Salnikova E, et al. Methodological Challenges of Digital PCR Detection of the Histone H3 K27M Somatic Variant in Cerebrospinal Fluid. Pathol Oncol Res. 2022;28:1610024. doi: 10.3389/pore.2022.1610024 EDN: MXSPIC
  19. Zhang W, Bream JH, Leng SX, Margolick JB. Validation of Preamplification to Improve Quantification of Cytomegalovirus DNA Using Droplet Digital Polymerase Chain Reaction. Anal Chem. 2021;93(8):3710–3716. doi: 10.1021/ACS.ANALCHEM.0C02890 EDN: LGGQKD
  20. Kang Y, Lin X, Kang D. Diagnostic value of circulating tumor DNA in molecular characterization of glioma. Medicine. 2020;99(33):e21196. doi: 10.1097/MD.0000000000021196 EDN: VXRYNI
  21. Mcmahon JT, Studer M, Ulrich B, et al. Circulating Tumor DNA in Adults With Glioma: A Systematic Review and Meta-Analysis of Biomarker Performance. Neurosurgery. 2022;91(2):231–238. doi: 10.1227/neu.0000000000001982 EDN: GEIHTB
  22. Mcevoy AC, Calapre L, Pereira MR, et al. Sensitive droplet digital PCR method for detection ofTERTpromoter mutations in cell free DNA from patients with metastatic melanoma. Oncotarget. 2017;8(45):78890–78900. doi: 10.18632/oncotarget.20354
  23. Trung NT, Hoan NX, Trung PQ, et al. Clinical significance of combined circulating TERT promoter mutations and miR-122 expression for screening HBV-related hepatocellular carcinoma. Sci Reports. 2020;10(1):8181. doi: 10.1038/s41598-020-65213-8 EDN: HBYJPB
  24. Sidstedt M, Rådström P, Hedman J. PCR inhibition in qPCR, dPCR and MPS-mechanisms and solutions. Anal Bioanal Chem. 2020;412(9):2009–2023. doi: 10.1007/s00216-020-02490-2 EDN: FKLGIE
  25. Huang J, Zeng D, Duan G, et al. Single-Tubed Wild-Type Blocking Quantitative PCR Detection Assay for the Sensitive Detection of Codon 12 and 13 KRAS Mutations. Plos One. 2015;10(12):e0145698. doi: 10.1371/journal.pone.0145698 EDN: WUEXAP
  26. Vargas DY, Marras SA, Tyagi S, Kramer FR. Suppression of Wild-Type Amplification by Selectivity Enhancing Agents in PCR Assays that Utilize SuperSelective Primers for the Detection of Rare Somatic Mutations. J Mol Diagnostics. 2018;20(4):415–427. doi: 10.1016/j.jmoldx.2018.03.004
  27. Fujita Y, Nunez-Rubiano L, Dono A, et al. IDH1 p.R132H ctDNA and D-2-hydroxyglutarate as CSF biomarkers in patients with IDH-mutant gliomas. J Neuro-oncology. 2022;159(2):261–270. doi: 10.1007/s11060-022-04060-1 EDN: KYPZVA
  28. Otsuji R, Fujioka Y, Hata N, et al. Liquid Biopsy for Glioma Using Cell-Free DNA in Cerebrospinal Fluid. Cancers. 2024;16(5):1009. doi: 10.3390/cancers16051009 EDN: PNRUKH
  29. Crucitta S, Pasqualetti F, Gonnelli A, et al. IDH1 mutation is detectable in plasma cell-free DNA and is associated with survival outcome in glioma patients. BMC Cancer. 2024;24(1):31. doi: 10.1186/s12885-023-11726-0 EDN: AAJXZH
  30. Muralidharan K, Yekula A, Small JL, et al. TERT Promoter Mutation Analysis for Blood-Based Diagnosis and Monitoring of Gliomas. Clin Cancer Res. 2021;27(1):169–178. doi: 10.1158/1078-0432.CCR-20-3083 EDN: BMSLYJ
  31. Xie S, Wang Y, Gong Z, et al. Liquid Biopsy and Tissue Biopsy Comparison with Digital PCR and IHC/FISH for HER2 Amplification Detection in Breast Cancer Patients. J Cancer. 2022;13(3):744–751. doi: 10.7150/jca.66567 EDN: BNYHGN
  32. Chashchina GV, Tevonyan LL, Beniaminov AD, Kaluzhny DN. Taq-Polymerase Stop Assay to Determine Target Selectivity of G4 Ligands in Native Promoter Sequences of MYC, TERT, and KIT Oncogenes. Pharmaceuticals. 2023;16(4):544. doi: 10.3390/ph16040544 EDN: TYDDZQ
  33. Piccioni DE, Achrol AS, Kiedrowski LA, et al. Analysis of cell-free circulating tumor DNA in 419 patients with glioblastoma and other primary brain tumors. CNS Oncol. 2019;8(2):CNS34. doi: 10.2217/cns-2018-0015
  34. Lu Y, Du N, Fang X, et al. Identification of T2W hypointense ring as a novel noninvasive indicator for glioma grade and IDH genotype. Cancer Imaging. 2024;24(1):80. doi: 10.1186/s40644-024-00726-3 EDN: YIDFTB
  35. Penkova A, Kuziakova O, Gulaia V, et al. Comprehensive clinical assays for molecular diagnostics of gliomas: the current state and future prospects. Front Mol Biosci. 2023;10:1216102. doi: 10.3389/fmolb.2023.1216102 EDN: QHGLBE

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
2. Приложение А. Таблицы, содержащие дополнительную информацию к рукописи
Скачать (53KB)
3. Приложение Б. дополнительные рисунки к рукописи
Скачать (657KB)

© Эко-Вектор, 2025


СМИ зарегистрировано Федеральной службой по надзору в сфере связи, информационных технологий и массовых коммуникаций (Роскомнадзор).
Регистрационный номер и дата принятия решения о регистрации СМИ: ЭЛ № ФС 77 - 75008 от 01.02.2019.