Влияние химического загрязнения на фертильность самцов грызунов из природных популяций: сравнение реакции морфологии, подвижности и концентрации сперматозоидов

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Обобщены результаты исследований эпидидимальных сперматозоидов трех видов грызунов (рыжая полевка Clethrionomys glareolus, красная полевка Cl. rutilus и малая лесная мышь Sylvaemus uralensis), обитающих в условиях многолетнего воздействия атмосферных выбросов двух крупных металлургических заводов на Среднем Урале (Среднеуральский медеплавильный завод, г. Ревда; Кировградский медеплавильный комбинат, г. Кировград). Влияние загрязнения (в том числе на индивидуальном уровне по накоплению Cu, Zn, Pb и Cd в печени) оценено для показателей, с разных сторон характеризующих качество сперматозоидов – морфологии (доля клеток с дефектами головки и хвоста), подвижности (доля подвижных клеток, скорость и прямолинейность движения) и концентрации. Подвижность сперматозоидов реагирует на загрязнение: на импактных участках доля подвижных клеток и их скорость были ниже, чем на фоновых. Встречаемость аномальных клеток и концентрация сперматозоидов статистически значимо не различались между импактными и фоновыми участками. Реакция сперматозоидов на химическое загрязнение видоспецифична: полевки сильнее реагируют по сравнению с малой лесной мышью. Согласованность изменений показателей сперматозоидов (в сторону их ухудшения) в ответ на увеличение загрязнения обнаружили только у рыжей полевки. Величины эффектов для показателей сперматозоидов намного меньше по сравнению со значениями для накопления Cd в печени и численности животных. В целом реакция сперматозоидов на загрязнение оказалась слабой – ни один из исследованных показателей не может быть надежным маркером промышленного загрязнения.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Г. Ю. Смирнов

Институт экологии растений и животных УрО РАН

Автор, ответственный за переписку.
Email: smirnov_gy@ipae.uran.ru
Россия, Екатеринбург

Ю. А. Давыдова

Институт экологии растений и животных УрО РАН

Email: smirnov_gy@ipae.uran.ru
Россия, Екатеринбург

Список литературы

  1. Llobet J.M., Colomina M.T., Sirvent J.J. et al. Reproductive toxicology of aluminum in male mice // Fundamental and Applied Toxicology. 1995. V. 25. № 1. P. 45–51.
  2. Мухачева С.В. Воспроизводство населения рыжей полевки в градиенте техногенного загрязнения среды // Зоол. журнал. 2001. T. 80. № 12. C. 1509–1517.
  3. Мухачева С.В. Многолетняя динамика показателей репродукции рыжей полевки в период сокращения промышленных выбросов // Принципы экологии. 2016. № 3. C. 102–102.
  4. Damek-Poprawa M., Sawicka-Kapusta K. Damage to the liver, kidney, and testis with reference to burden of heavy metals in yellow-necked mice from areas around steelworks and zinc smelters in Poland // Toxicology. 2003. V. 186. № 1–2. P. 1–10.
  5. Damek-Poprawa M., Sawicka-Kapusta K. Histopathological changes in the liver, kidneys, and testes of bank voles environmentally exposed to heavy metal emissions from the steelworks and zinc smelter in Poland // Environmental Research. 2004. V. 96. № 1. P. 72–78.
  6. Ieradi L.A., Zima J., Allegra F. et al. Evaluation of genotoxic damage in wild rodens from a polluted area in the Czech Republic // Folia Zoologica. 2003. V. 52. № 1. P. 57–66.
  7. Безель В.С. Экологическая токсикология: популяционный и биоценотический аспекты. Екатеринбург: Гощицкий, 2006. 280 с.
  8. Ивантер Э.В., Медведев Н.В. Экологическая токсикология природных популяций птиц и млекопитающих Севера. М.: Наука, 2007. 229 с.
  9. Amuno S., Niyogi S., Amuno M., Attitaq J. Heavy metal bioaccumulation and histopathological alterations in wild Arctic hares (Lepus arcticus) inhabiting a former lead-zinc mine in the Canadian high Arctic: a preliminary study // Science of the Total Environment. 2016. V. 556. P. 252–263.
  10. Амбарян А.В., Мальцев А.Н., Котенкова Е.В. Взаимосвязь характеристик полового поведения и показателей конкурентоспособности спермы самцов у таксонов надвидового комплекса Mus musculus sensu lato // Журнал общ. биол. 2015. T. 76. № 3. C. 212–224.
  11. Потапова О.Ф., Потапов М.А., Кондратюк Е.Ю., Евсиков В.И. Динамика тестостерона у самцов степной пеструшки Lagurus lagurus в ходе размножения отражает видовую систему брачных отношений // Доклады РАН. 2016. T. 468. № 6. C. 716–718.
  12. WHO laboratory manual for the examination and processing of human semen. 6th ed. Geneva: World Health Organization, 2021. 276 p.
  13. International Organization for Standardization ISO 23162: 2021 Basic semen examination – Specification and test methods. URL: https://www.iso.org/ru/standard/74800.html (дата обращения: 01.12.2023).
  14. Wadi S.A., Ahmad G. Effects of lead on the male reproductive system in mice // J. of Toxicology and Environmental Health. Part A. 1999. V. 56. № 7. P. 513–521.
  15. Pichardo-Matamoros D., Sevilla F., Elizondo-Salazar J. et al. Exploration of semen quality analyzed by casa-mot systems of brahman bulls infected with BLV and BHV-1 // Scientific Reports. 2023. V. 13. № 1. P. 18659.
  16. Hughes R.L. Comparative morphology of spermatozoa from five marsupial families // Australian J. of Zoology. 1965. V. 13. № 4. P. 533–544.
  17. Malo A.F., Gomendio M., Garde J. et al. Sperm design and sperm function // Biology Letters. 2006. V. 2. № 2. P. 246–249.
  18. Gizejewski Z., Szafranska B., Steplewski Z. et al. Cottonseed feeding delivers sufficient quantities of gossypol as a male deer contraceptive // European J. of Wildlife Research. 2008. V. 54. № 3. P. 469–477.
  19. Wolf K.N., Wildt D.E., Vargas A. et al. Age-dependent changes in sperm production, semen quality, and testicular volume in the black-footed ferret (Mustela nigripes) // Biology of Reproduction. 2000. V. 63. № 1. P. 179–187.
  20. Bierla J.B., Gizejewski Z., Leigh C.M. et al. Sperm morphology of the Eurasian beaver, Castor fiber: an example of a species of rodent with highly derived and pleiomorphic sperm populations // J. of Morphology. 2007. V. 268. № 8. P. 683–689.
  21. Gómez Montoto L., Magaña C., Tourmente M. et al. Sperm competition, sperm numbers and sperm quality in muroid rodents // PLoS One. 2011. V. 6. № 3. Art. 18173.
  22. Tourmente M., Zarka‐Trigo D., Roldan E.R.S. Is the hook of muroid rodent’s sperm related to sperm train formation? // J. of Evolutionary Biology. 2016. V. 29. № 6. P. 1168–1177.
  23. Lakoski K.A., Carron C.P., Cabot C.L., Saling P.M. Epididymal maturation and the acrosome reaction in mouse sperm: response to zona pellucida develops coincident with modification of M42 antigen // Biology of Reproduction. 1988. V. 38. № 1. P. 221–233.
  24. Cooper T.G. Sperm maturation in the epididymis: a new look at an old problem // Asian J. of Andrology. 2007. V. 9. № 4. P. 533–539.
  25. Monteiro G.A., Papa F.O., Zahn F.S. et al. Cryopreservation and fertility of ejaculated and epididymal stallion sperm // Animal Reproduction Science. 2011. V. 127. № 3–4. P. 197–201.
  26. Miska-Schramm A., Kruczek M., Kapusta J. Effect of copper exposure on reproductive ability in the bank vole (Myodes glareolus) // Ecotoxicology. 2014. V. 23. № 8. P. 1546–1554.
  27. Miska-Schramm A., Kapusta J., Kruczek M. The effect of aluminum exposure on reproductive ability in the bank vole (Myodes glareolus) // Biological Trace Element Research. 2017. V. 177. № 1. P. 97–106.
  28. Tannenbaum L.V., Bazar M., Hawkins M.S. et al. Rodent sperm analysis in field-based ecological risk assessment: pilot study at Ravenna army ammunition plant, Ravenna, Ohio // Environmental Pollution. 2003. V. 123. № 1. P. 21–29.
  29. Tannenbaum L.V., Thran B.H., Williams K.J. Demonstrating ecological receptor health at contaminated sites with wild rodent sperm parameters // Archives of Environmental Contamination and Toxicology. 2007. V. 53. № 3. P. 459–465.
  30. Roldan E.R.S. Sperm competition and the evolution of sperm form and function in mammals // Reproduction in Domestic Animals. 2019. V. 54. P. 14–21.
  31. Смирнов Г.Ю. Подвижность сперматозоидов рыжей (Clethrionomys glareolus) и красной (Cl. rutilus) полевок в условиях промышленного загрязнения // Экология. 2022. № 1. C. 74–84. [Smirnov G.Yu. Sperm motility in bank (Clethrionomys glareolus) and northern red-backed voles (Cl. rutilus) exposed to industrial pollution// Russ. J. of Ecol. 2022. V. 53. № 1. P. 48–57.]
  32. Смирнов Г.Ю., Давыдова Ю.А. Влияние промышленного загрязнения среды обитания на встречаемость аномальных сперматозоидов у рыжей полевки (Myodes glareolus) // Экология. 2018. № 5. C. 403–408. [Smirnov G.Yu., Davydova Yu.A. Effect of industrial pollution of the environment on the frequency of abnormal spermatozoa in the bank vole, Myodes glareolus // Russ. J. of Ecol. 2018. V. 49. № 5. P. 459–463.]
  33. Оленев Г.В. Альтернативные типы онтогенеза цикломорфных грызунов и их роль в популяционной динамике (экологический анализ) // Экология. 2002. № 5. C. 341–350. [Olenev G.V. Alternative types of ontogeny in cyclomorphic rodents and their role in population dynamics: An ecological analysis // Russ. J. of Ecol. 2002. V. 33. № 5. P. 321–330.]
  34. Оленев Г.В. Определение возраста цикломорфных грызунов, функционально-онтогенетическая детерминированность, экологические аспекты // Экология. 2009. № 2. C. 103–115. [Olenev G.V. Determining the age of cyclomorphic rodents: Functionalontogenetic determination, ecological aspects // Russ. J. of Ecol. 2009. V. 40. № 2. P. 93–104.]
  35. Воробейчик Е.Л., Давыдова Ю.А., Кайгородова С.Ю., Мухачева С.В. Исследование мелких млекопитающих Висимского заповедника: вклад в популяционную экотоксикологию? // Результаты изучения природы Висимского биосферного заповедника: Науч. сб. ИЭРиЖ УрОРАН. Екатеринбург, 2006. C. 108–129.
  36. Воробейчик Е.Л., Пищулин П.Г. Промышленное загрязнение снижает роль деревьев в формировании структуры полей концентраций тяжелых металлов в лесной подстилке // Экология. 2016. № 5. C. 323–334. [Vorobeichik E.L., Pishchulin P.G. Industrial pollution reduces the effect of trees on forming the patterns of heavy metal concentration fields in forest litter // Russ. J. of Ecol. 2016. V. 47. № 5. P. 431–441.]
  37. Воробейчик Е.Л., Кайгородова С.Ю. Многолетняя динамика содержания тяжелых металлов в верхних горизонтах почв в районе воздействия медеплавильного завода в период сокращения объемов его выбросов // Почвоведение. 2017. № 8. C. 1009–1024. [Vorobeichik E.L., Kaigorodova S.Yu. Long-term dynamics of heavy metals in the upper horizons of soils in the region of a copper smelter impacts during the period of reduced emission // Eurasian Soil Science. 2017. V. 50. № 8. P. 977–990.]
  38. Korkina I.N., Vorobeichik E.L. Humus Index as an indicator of the topsoil response to the impacts of industrial pollution // Applied Soil Ecology. 2018. V. 123. P. 455–463.
  39. Kozlov M., Zvereva E., Zverev V. Impacts of point polluters on terrestrial biota: Comparative analysis of 18 contaminated areas. V. 15. Dordrecht: Springer Science & Business Media, 2009. 466 p.
  40. Мухачева С.В. Многолетняя динамика сообществ мелких млекопитающих в период снижения выбросов медеплавильного завода. 1. Состав, обилие и разнообразие // Экология. 2021. № 1. C. 66–76. [Mukhacheva S.V. Long-term dynamics of small mammal communities in the period of reduction of copper smelter emissions. 1. Composition, abundance, and diversity // Russ. J. of Ecol. 2021. V. 52. № 1. P. 84–93.]
  41. Воробейчик Е.Л., Трубина М.Р., Хантемирова Е.В., Бергман И.Е. Многолетняя динамика лесной растительности в период сокращения выбросов медеплавильного завода // Экология. 2014. № 6. C. 448–448. [Vorobeichik E.L., Trubina M.R., Khantemirova E.V., Bergman I.E. Long-term dynamic of forest vegetation after reduction of copper smelter emissions // Russ. J. of Ecol. 2014. V. 45. № 6. P. 498–507.]
  42. Трубина М.Р., Воробейчик Е.Л., Хантемирова Е.В. и др. Динамика лесной растительности после снижения промышленных выбросов: быстрое восстановление или продолжение деградации // Докл. РАН. 2014. T. 458. C. 721–725. [Trubina M.R., Vorobeichik E.L., Khantemirova E.V. et al. Dynamics of forest vegetation after the reduction of industrial emissions: Fast recovery or continued degradation? // Doklady Biological Sciences. 2014. V. 458. № 1. P. 302–305.]
  43. Kryštufek B., Tesakov A.S., Lebedev V.S. et al. Back to the future: the proper name for red-backed voles is Clethrionomys Tilesius and not Myodes Pallas // Mammalia. 2020. V. 84. № 2. P. 214–217.
  44. Павлинов И.Я., Хляп Л.А. Отряд Rodentia // Млекопитающие России: систематико-географический справочник / Сборник трудов Зоологического музея МГУ. М: КМК, 2012. T. 52. C. 142–312.
  45. Карасева Е.В., Телицина А.Ю. Методы изучения грызунов в полевых условиях. М.: Наука, 1996. 227 с.
  46. Колчева Н.Е. Динамика экологической структуры популяций лесной мыши на Южном Урале: Дис. … канд. биол. наук. Екатеринбург, 1992. 179 с.
  47. Кшнясев И.А., Давыдова Ю.А. Популяционные циклы и синдром Читти // Экология. 2021. № 1. C. 51–57. [Kshnyasev I.A., Davydova Yu.A. Population cycles and the Chitty syndrome // Russ. J. Ecol. 2021. V. 52. № 1. P. 70–75.]
  48. Мухачева С.В., Созонтов А.Н. Многолетняя динамика сообществ мелких млекопитающих в период снижения выбросов медеплавильного завода. II. Бета-разнообразие // Экология. 2021. № 6. C. 470–480. [Mukhacheva S.V., Sozontov A.N. Long-term dynamics of small mammal communities in the period of reduction of copper smelter emissions: 2. β-Diversity. // Russ. J. Ecol. 2021. V. 52. № 6. P. 533–542.]
  49. Tayama K., Fujita H., Takahashi H. et al. Measuring mouse sperm parameters using a particle counter and sperm quality analyzer: a simple and inexpensive method // Reproductive Toxicology. 2006. V. 22. № 1. P. 92–101.
  50. Kruczek M., Styrna J., Kapusta J. Reproductive capacity of male bank voles (Myodes glareolus Schreber, 1780)-age-dependent changes in functional activity of epididymal sperm // Belgian J. of Zoology. 2013. V. 143. № 2. P. 131–141.
  51. Hébert C.D., Elwell M.R., Travlos G.S. et al. Subchronic toxicity of cupric sulfate administered in drinking water and feed to rats and mice // Fundamental and Applied Toxicology. 1993. V. 21. № 4. P. 461–475.
  52. Aburto E.M., Cribb A., Fuentealba I.C. et al. The failure of selenium supplementation to prevent copper-induced liver damage in Fischer 344 rats // Canad. J. of Veterinary Research. 2001. V. 65. № 2. P. 104–110.
  53. StatSoft Inc. STATISTICA (data analysis software system), version 8.0. URL: http://statsoft.ru (дата обращения: 23.11.2023).
  54. Posit team. RStudio: Integrated Development Environment for R. PBC, Boston, MA: Posit Software. URL: http://www.posit.co/. 2023.
  55. R Core Team. R: A language and environment for statistical computing. R Foundation for Statistical Computing, Vienna, Austria. URL: https://www.R-project.org/. 2023.
  56. Wickham H. Ggplot2: elegant graphics for data analysis. New York: Springer-Verlag, 2016. 211 p.
  57. Pustejovsky J.E., Chen M., Swan D.M. SingleCaseES: A сalculator for Single-Case Effect Sizes. R package version 0.7.2. 2023.
  58. Pesch S., Bergmann M. Structure of mammalian spermatozoa in respect to viability, fertility and cryopreservation // Micron. 2006. V. 37. № 7. P. 597–612.
  59. Мамина В.П. Морфофункциональный анализ семенников и сперматозоидов в оценке репродуктивного успеха самцов рыжей полевки (Clethrionomys glareolus) // Изв. РАН. Серия биологич. 2012. № 5. C. 554–562.
  60. Kotula-Balak M., Grzmil P., Chojnacka K. et al. Do photoperiod and endocrine disruptor 4-tert-octylphenol effect on spermatozoa of bank vole (Clethrionomys glareolus)? // General and Comparative Endocrinology. 2014. V. 201. P. 21–29.
  61. Wyrobek A.J., Gordon L.A., Burkhart J.G. et al. An evaluation of the mouse sperm morphology test and other sperm tests in nonhuman mammals: A report of the US environmental protection agency gene-tox program // Mutation Research. 1983. V. 115. № 1. P. 1–72.
  62. Styrna J., Kilarski W., Krzanowska H. Influence of the CBA genetic background on sperm morphology and fertilization efficiency in mice with a partial Y chromosome deletion // Reproduction. 2003. V. 126. № 5. P. 579–588.
  63. Осадчук Л.В., Осадчук А.В. Генетическая изменчивость продукции и морфологии сперматозоидов у лабораторных мышей // Бюлл. эксперимент. биологии и медицины. 2010. T. 149. № 6. C. 678–681.
  64. Menkveld R. Clinical significance of the low normal sperm morphology value as proposed in the fifth edition of the WHO Laboratory Manual for the Examination and Processing of Human Semen // Asian J. of Andrology. 2010. V. 12. № 1. P. 47–58.
  65. Смирнов Г.Ю. Качественная оценка морфологии сперматозоидов рыжей полевки Myodes glareolus Schreber в условиях промышленного загрязнения // Экология: факты, гипотезы, модели: Мат-лы конф. молодых ученых (27–31 марта 2017 г.). Екатеринбург: ИД “Лисица”, 2017. C. 119–123.
  66. Смирнов Г.Ю. Встречаемость аномальных сперматозоидов у грызунов в районах двух медеплавильных заводов // Морфология. 2020. T. 157. № 2. C. 197.
  67. Смирнов Г.Ю., Давыдова Ю.А. Онтогенетические изменения морфологии сперматозоидов рыжей полевки (Clethrionomys glareolus) // Экология. 2020. № 2. C. 156–159. [Smirnov G.Yu., Davydova Yu.A. Ontogenetic сhanges in bank vole (Clethrionomys glareolus) sperm morphology // Russ. J. of Ecol. 2020. V. 51. № 2. P. 195–198.]
  68. Amann R.P., Waberski D. Computer-assisted sperm analysis (CASA): capabilities and potential developments // Theriogenology. 2014. V. 81. № 1. P. 5–17.
  69. Dvorakova K., Stopka P. Sperm trains and mating behaviour in wood mice of the genus Apodemus // Reproduction Fertility and Development. 2004. V. 16. P. 260.
  70. Gómez Montoto L., Sánchez M.V., Tourmente M. et al. Sperm competition differentially affects swimming velocity and size of spermatozoa from closely related muroid rodents: head first // Reproduction. 2011. V. 142. № 6. P. 819–830.
  71. Björndahl L., Mortimer D., Barratt C.L.R. et al. A practical guide to basic laboratory andrology. Cambridge: Cambridge University Press, 2010. 336 p.
  72. Chenoweth P.J., Lorton S. Animal andrology: theories and applications. Wallingford: Cabi, 2014. 568 p.
  73. Behringer R., Gertsenstein M., Nagy K.V., Nagy A. Manipulating the mouse embryo: a laboratory manual. New York: Cold Spring Harbor Laboratory Press, 2014. 814 p.
  74. Tannenbaum L.V., Thran B.H., Willams K.J. Testing the limits of rodent sperm analysis: azoospermia in an otherwise healthy wild rodent population // Archives of Environmental Contamination and Toxicology. 2009. Art. 64.
  75. Tourmente M., Villar-Moya P., Varea-Sánchez M. et al. Performance of rodent spermatozoa over time is enhanced by increased ATP concentrations: the role of sperm competition // Biology of Reproduction. 2015. V. 93. № 3. Art. 64.
  76. Chen X., Hou X., Feng T. et al. Anti‐fertility effect of levonorgestrel and/or quinestrol on striped field mouse (Apodemus agrarius): evidence from both laboratory and field experiments // Integrative Zoology. 2021. V. 17. № 6. P. 1041–1052.
  77. Matsumoto A.M., Karpas A.E., Bremner W.J. Chronic human chorionic gonadotropin admininstration in normal men: evidence that follicle-stimulating hormone is necessary for the maintenance of quatitatively normal spermatogenesis in man // The J. of Clinical Endocrinology and Metabolism. 1986. V. 62. № 6. P. 1184–1192.
  78. Tannenbaum L.V., Beasley J.C. Validating mammalian resistance to stressor-mediated reproductive impact using rodent sperm analysis // Ecotoxicology. 2016. V. 25. № 3. P. 584–593.
  79. Sánchez-Chardi A., Peñarroja-Matutano C., Borrás M., Nadal J. Bioaccumulation of metals and effects of a landfill in small mammals. Part III: Structural alterations // Environmental research. 2009. V. 109. № 8. P. 960–967.
  80. Sánchez-Chardi A., Ribeiro C.A.O., Nadal J. Metals in liver and kidneys and the effects of chronic exposure to pyrite mine pollution in the shrew Crocidura russula inhabiting the protected wetland of Doñana // Chemosphere. 2009. V. 76. № 3. P. 387–394.
  81. Tête N., Durfort M., Rieffel D. et al. Histopathology related to cadmium and lead bioaccumulation in chronically exposed wood mice, Apodemus sylvaticus, around a former smelter // Science of the Total Environment. 2014. V. 481. P. 167–177.
  82. Talmage S.S., Walton B.T. Small mammals as monitors of environmental contaminants // Reviews of Environmental Contamination and Toxicology. 1991. № 119. P. 47–145.
  83. Pankakoski E., Koivisto I., Hyvärinen H., Terhivuo J. Shrews as indicators of heavy metal pollution // Advances in the biology of shrews. Pittsburgh, Pennsylvania: Carnegie Museum of Natural History, 1994. V. 18. P. 136–147.
  84. Pereira R., Pereira M.L., Ribeiro R., Gonçalves F. Tissues and hair residues and histopathology in wild rats (Rattus rattus L.) and Algerian mice (Mus spretus Lataste) from an abandoned mine area (Southeast Portugal) // Environmental Pollution. 2006. V. 139. № 3. P. 561–575.
  85. Beernaert J., Scheirs J., Leirs H. et al. Non-destructive pollution exposure assessment by means of wood mice hair // Environmental Pollution. 2007. V. 145. № 2. P. 443–451.
  86. Rogival D., Scheirs J., Blust R. Transfer and accumulation of metals in a soil–diet–wood mouse food chain along a metal pollution gradient // Environmental Pollution. 2007. V. 145. № 2. P. 516–528.
  87. Wijnhoven S., Leuven R.S.E.W., van der Velde G. et al. Heavy-metal concentrations in small mammals from a diffusely polluted floodplain: importance of species- and location-specific characteristics // Archives of Environmental Contamination and Toxicology. 2007. V. 52. № 4. P. 603–613.
  88. Levengood J.M., Heske E.J. Heavy metal exposure, reproductive activity, and demographic patterns in white-footed mice (Peromyscus leucopus) inhabiting a contaminated floodplain wetland // Science of the Total Environment. 2008. V. 389. № 2–3. P. 320–328.
  89. Безель В.С., Мухачева С.В. Геохимическая экология мелких млекопитающих в условиях промышленного загрязнения среды: есть ли эффект от снижения выбросов? // Геохимия. 2020. T. 65. № 8. C. 823–832.
  90. Concentrations of selected elements, physical condition, reproductive activity, and demographic patterns in small mammalas inhabiting DePue wildlife management area: Illinois Waste Management and Research Center / eds. Heske E.J., Levengood J.M., Caldwell K.D. Champaign: Illinois Waste Management and Research Center, 2003. 36 p.
  91. Hunter B.A., Johnson M.S., Thompson D.J. Ecotoxicology of copper and cadmium in a contaminated grassland ecosystem. III. Small mammals // J. of Applied Ecology. 1987. V. 24. № 2. P. 601–614.
  92. Au D.W.T. The application of histo-cytopathological biomarkers in marine pollution monitoring: a review // Marine Pollution BR Core Teamulletin. 2004. V. 48. № 9–10. P. 817–834.
  93. Schipper A.M., Loos M., Ragas A.M.J. et al. Modeling the influence of environmental heterogeneity on heavy metal exposure concentrations for terrestrial vertebrates in river floodplains // Environmental Toxicology and Chemistry: An International J. 2008. V. 27. № 4. P. 919–932.
  94. Brumbaugh W.G., Mora M.A., May T.W., Phalen D.N. Metal exposure and effects in voles and small birds near a mining haul road in Cape Krusenstern National Monument, Alaska // Environmental Monitoring and Assessment. 2010. V. 170. № 1. P. 73–86.
  95. Мухачева С.В. Многолетняя динамика концентрации тяжелых металлов в корме и организме рыжей полевки (Myodes glareolus) в период снижения выбросов медеплавильного завода // Экология. 2017. № 6. C. 461–471. [Mukhacheva S.V. Long-term dynamics of heavy metal concentrations in the food and liver of bank voles (Myodes glareolus) in the period of reduction of emissions from a copper smelter // Russ. J. of Ecol. 2017. V. 48. №6. P. 559–568.]
  96. Осадчук Л.В., Клещёв М.А. Межлинейные различия показателей сперматогенеза у инбредных мышей // Морфология. 2016. T. 149. № 2. C. 54–57.
  97. Muller C.H. Rationale, interpretation, validation, and uses of sperm function tests // J. of Andrology. 2000. V. 21. № 1. P. 10–30.
  98. Amann R.P., Hammerstedt R.H. Detection of differences in fertility // J. of Andrology. 2002. V. 23. № 3. P. 317–325.
  99. Marchlewicz M. Effectiveness of blood-testis and blood-epididymis barriers for lead // Annales Academiae Medicae Stetinensis. 1994. V. 40. P. 37–51.
  100. Mruk D.D., Cheng C.Y. The mammalian blood-testis barrier: its biology and regulation // Endocrine Reviews. 2015. V. 36. № 5. P. 564–591.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Встречаемость аномальных сперматозоидов (среднее, 95%-ный ДИ) у грызунов с фоновых (белый маркер) и импактных (черный маркер) участков. Популяционные группы: m – половозрелые сеголетки, ow – перезимовавшие особи

Скачать (147KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Доля подвижных сперматозоидов (Motile) и скорость движения сперматозоидов по кривой (VCL) у грызунов с фоновых (без заливки) и импактных (серая заливка) участков: горизонтальная черта – медиана, границы ящика – межквартильный размах, усы – минимальное и максимальное значения, не превышающие 1.5 межквартильных размаха, точка – выброс; * – различия статистически значимы (p < 0.05)

Скачать (121KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Концентрация эпидидимальных сперматозоидов грызунов с фоновых (без заливки) и импактных (серая заливка) участков. Остальные обозначения см. на рис. 2

Скачать (76KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Концентрации (мкг/г) Cu, Zn, Cd и Pb в печени (среднее, 95%-ный ДИ, значения логарифмированы) грызунов с фоновых (белый маркер) и импактных (черный маркер) участков; популяционные группы: m – половозрелые сеголетки, ow – перезимовавшие особи

Скачать (265KB)
Метаданные
6. Рис. 5. Распределение особей трех видов грызунов по показателям сперматозоидов (доля клеток с дефектами головки и хвоста, STR, Motile, VCL, концентрация клеток) в пространстве двух канонических дискриминантных функций (КДФ 1, КДФ 2); эллипсы – 95%-ный ДИ

Скачать (94KB)
Метаданные
7. Рис. 6. Связь прямолинейности движения (STR) сперматозоидов и их концентрации; эллипсы – 95%-ный ДИ

Скачать (98KB)
Метаданные
8. Рис. 7. Величина эффекта (95%-ный ДИ) для показателей сперматозоидов, концентрации Cd в печени и численности грызунов

Скачать (83KB)
Метаданные
9. Доп. материалы
Скачать (523KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024