Образование пор в асимметричных по липидному составу монослоев мембранах

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Плазматические мембраны выполняют в клетках барьерную функцию, предотвращая свободный обмен между внешней средой и внутриклеточным пространством. Проницаемость плазматической клеточной мембраны может быть искусственно повышена путем образования сквозных пор. Наружный и внутренний монослои плазматических мембран клеток, как правило, имеют различный липидный состав. В настоящее время разработано теоретическое описание порации симметричных по липидному составу монослоев мембран. В настоящей работе рассмотрен процесс образования пор в мембранах, монослои которых имеют различную спонтанную кривизну за счет различия их липидного состава. В рамках теории упругости липидных мембран и с учетом гидрофобных взаимодействий рассчитана зависимость энергии поры от радиуса. Показано, что зависимости энергии поры от радиуса качественно различаются в асимметричной и симметричной мембранах. Энергия поры в асимметричной мембране не совпадает с энергией поры в симметричной мембране ни при каких значениях спонтанной кривизны монослоев симметричной мембраны. Таким образом, прогнозирование протекания процесса образования пор в асимметричной мембране на основе данных по порации симметричных мембран некорректно; асимметрию мембран по липидному составу (спонтанной кривизне) монослоев необходимо явно учитывать.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

А. А. Симонов

Институт физической химии и электрохимии им. А.Н. Фрумкина РАН

Email: akimov_sergey@mail.ru
Россия, 119071, Москва

С. А. Акимов

Институт физической химии и электрохимии им. А.Н. Фрумкина РАН

Автор, ответственный за переписку.
Email: akimov_sergey@mail.ru
Россия, 119071, Москва

Список литературы

  1. Puc M., Flisar K., Reberšek S., Miklavčič D. 2001. Electroporator for in vitro cell permeabilization. Radiol. Oncol. 35, 203–207.
  2. Mir L.M. 2001. Therapeutic perspectives of in vivo cell electropermeabilization. Bioelectrochemistry. 53, 1–10.
  3. Potter H. 1989. Molecular genetic applications of electroporation. In Electroporation and electrofusion in cell biology. Eds. Neumann E., Sowers A.E., Jordan C.A. New York and London: Plenum Press, 331–342.
  4. Pavlov R.V., Akimov S.A., Dashinimaev E.B., Bashkirov P.V. 2024. Boosting lipofection efficiency through enhanced membrane fusion mechanisms. Int. J. Mol. Sci. 25, 13540.
  5. Pérez-Peinado C., Dias S.A., Domingues M.M., Benfield A.H., Freire J.M., Rádis-Baptista G., Gaspar D., Castanho M.A.R.B., Craik D.J., Henriques S.T., Veiga A.S., Andreu D. 2018. Mechanisms of bacterial membrane permeabilization by crotalicidin (Ctn) and its fragment Ctn (15–34), antimicrobial peptides from rattlesnake venom. J. Biol. Chem. 293, 1536–1549.
  6. Shipunova V.O., Komedchikova E.N., Kotelnikova P.A., Nikitin M.P., Deyev S.M. 2023. Targeted two-step delivery of oncotheranostic nano-PLGA for HER2-positive tumor imaging and therapy in vivo: Improved effectiveness compared to one-step strategy. Pharmaceutics. 15, 833.
  7. Novoselova M., Chernyshev V.S., Schulga A., Konovalova E.V., Chuprov-Netochin R.N., Abakumova T.O., German S., Shipunova V.O., Mokrousov M.D., Prikhozhdenko E., Bratashov D.N., Bogorodskiy A., Grishin O., Kosolobov S.S., Khlebtsov B.N., Inozemtseva O., Zatsepin T.S., Deyev S.M., Gorin D.A. 2022. Effect of surface modification of multifunctional nanocomposite drug delivery carriers with DARPin on their biodistribution in vitro and in vivo. ACS Appl. Bio Materials. 5, 2976–2989.
  8. Rathinakumar R., Wimley W.C. 2008. Biomolecular engineering by combinatorial design and high-throughput screening: small, soluble peptides that permeabilize membranes. J. Am. Chem. Soc. 130, 9849–9858.
  9. Guha S., Ghimire J., Wu E., Wimley W.C. 2019. Mechanistic landscape of membrane-permeabilizing peptides. Chem. Rev. 119, 6040–6085.
  10. Singer S.J., Nicolson G.L. 1972. The fluid mosaic model of the structure of cell membranes: Cell membranes are viewed as two-dimensional solutions of oriented globular proteins and lipids. Science. 175, 720–731.
  11. Ingólfsson H.I., Melo M.N., Van Eerden F.J., Arnarez C., Lopez C.A., Wassenaar T.A., Periole X., de Vries A.H., Tieleman D.P., Marrink S.J. 2014. Lipid organization of the plasma membrane. J. Am. Chem. Soc. 136, 14554–14559.
  12. Ingólfsson H.I., Carpenter T.S., Bhatia H., Bremer P.T., Marrink S.J., Lightstone F.C. 2017. Computational lipidomics of the neuronal plasma membrane. Biophys. J. 113, 2271–2280.
  13. Verkleij A.J., Zwaal R.F., Roelofsen B., Comfurius P., Kastelijn D., van Deenen L.L. 1973. The asymmetric distribution of phospholipids in the human red cell membrane. A combined study using phospholipases and freeze-etch electron microscopy. Biochim. Biophys. Acta 323, 178–193.
  14. Bretscher M.S. 1972. Asymmetrical lipid bilayer structure for biological membranes. Nature New Biol. 236, 11–12.
  15. Hsieh M.K., Klauda J.B. 2021. Leaflet asymmetry modeling in the lipid composition of Escherichia coli cytoplasmic membranes. J. Phys. Chem. B 126, 184–196.
  16. Parvez F., Alam J.M., Dohra H., Yamazaki M. 2018. Elementary processes of antimicrobial peptide PGLa-induced pore formation in lipid bilayers. Biochim. Biophys. Acta. 1860, 2262–2271.
  17. Pfeffermann J., Eicher B., Boytsov D., Hannesschlaeger C., Galimzyanov T.R., Glasnov T.N., Pabst G., Akimov S.A., Pohl P. 2021. Photoswitching of model ion channels in lipid bilayers. J. Photochem. Photobiol. B 224, 112320.
  18. Huang Y. 2022. Assembly methods for asymmetric lipid and polymer-lipid vesicles. Emerg. Top. Life Sci. 6, 609–617.
  19. London E. 2019. Membrane structure-function insights from asymmetric lipid vesicles. Acc. Chem. Res. 52, 2382–2391.
  20. Kamiya K., Kawano R., Osaki T., Akiyoshi K., Takeuchi S. 2016. Cell-sized asymmetric lipid vesicles facilitate the investigation of asymmetric membranes. Nat. Chem. 8, 881–889.
  21. Kakuda S., Li B., London E. 2021. Preparation and utility of asymmetric lipid vesicles for studies of perfringolysin O-lipid interactions. Meth. Enzymol. 649, 253–276.
  22. Kirby C., Green C. 1977. Transmembrane migration ('flip-flop') of cholesterol in erythrocyte membranes. Biochem. J. 168, 575–577.
  23. Hasan M., Karal M.A.S., Levadnyy V., Yamazaki M. 2018. Mechanism of initial stage of pore formation induced by antimicrobial peptide magainin 2. Langmuir. 34, 3349–3362.
  24. Карпунин Д.В., Акимов С.А., Фролов В.А. 2005. Формирование пор в плоских липидных мембранах, содержащих лизолипиды и холестерин. Биол. мембраны. 22, 429–432.
  25. Akimov S.A., Volynsky P.E., Galimzyanov T.R., Kuzmin P.I., Pavlov K.V., Batishchev O.V. 2017. Pore formation in lipid membrane II: Energy landscape under external stress. Sci. Rep. 7, 12509.
  26. Дерягин Б.В., Гутоп Ю.В. 1962. Теория разрушения (прорыва) свободных пленок. Коллоидн. журн. 24, 431–437.
  27. Акимов С.А., Александрова В.В., Галимзянов Т.Р., Башкиров П.В., Батищев О.В. 2017. Механизм формирования пор в мембранах из стеароилолеоилфосфатидилхолина под действием латерального натяжения. Биол. мембраны. 34, 270–283.
  28. Abidor I.G., Arakelyan V.B., Chernomordik L.V., Chizmadzhev Y.A., Pastushenko V.F., Tarasevich M.P. 1979. Electric breakdown of bilayer lipid membranes: I. The main experimental facts and their qualitative discussion. J. Electroanal. Chem. Interfacial Electrochem. 104, 37–52.
  29. Marcelja S. 1977. Structural contribution to solute-solute interaction. Croat. Chem. Acta. 49, 347–357.
  30. Israelachvili J., Pashley R. 1982. The hydrophobic interaction is long range, decaying exponentially with distance. Nature. 300, 341–342.
  31. Hamm M., Kozlov M.M. 2000. Elastic energy of tilt and bending of fluid membranes. Eur. Phys. J. E. 3, 323–335.
  32. Molotkovsky R.J., Alexandrova V.V., Galimzyanov T.R., Jiménez-Munguía I., Pavlov K.V., Batishchev O.V., Akimov S.A. 2018. Lateral membrane heterogeneity regulates viral-induced membrane fusion during HIV entry. Int. J. Mol. Sci. 19, 1483.
  33. Akimov S.A., Polynkin M.A., Jiménez-Munguía I., Pavlov K.V., Batishchev O.V. 2018. Phosphatidylcholine membrane fusion is pH-dependent. Int. J. Mol. Sci. 19, 1358.
  34. Leikin S., Kozlov M.M., Fuller N.L., Rand R.P. 1996. Measured effects of diacylglycerol on structural and elastic properties of phospholipid membranes. Biophys. J. 71, 2623–2632.
  35. Kondrashov O.V., Galimzyanov T.R., Pavlov K.V., Kotova E.A., Antonenko Y.N., Akimov S.A. 2018. Membrane elastic deformations modulate gramicidin A transbilayer dimerization and lateral clustering. Biophys. J. 115, 478–493.
  36. Nagle J.F., Wilkinson D.A. 1978. Lecithin bilayers. Density measurement and molecular interactions. Biophys. J. 23, 159–175.
  37. Rawicz W., Olbrich K.C., McIntosh T., Needham D., Evans E. 2000. Effect of chain length and unsaturation on elasticity of lipid bilayers. Biophys. J. 79, 328–339.
  38. Kozlovsky Y., Efrat A., Siegel D.A., Kozlov M.M. 2004. Stalk phase formation: Effects of dehydration and saddle splay modulus. Biophys. J. 87, 2508–2521.
  39. Akimov S.A., Volynsky P.E., Galimzyanov T.R., Kuzmin P.I., Pavlov K.V., Batishchev O.V. 2017. Pore formation in lipid membrane I: Continuous reversible trajectory from intact bilayer through hydrophobic defect to transversal pore. Sci. Rep. 7, 12152.
  40. Kollmitzer B., Heftberger P., Rappolt M., Pabst G. 2013. Monolayer spontaneous curvature of raft-forming membrane lipids. Soft Matter. 9, 10877–10884.
  41. Fuller N., Rand R.P. 2001. The influence of lysolipids on the spontaneous curvature and bending elasticity of phospholipid membranes. Biophys. J. 81, 243–254.
  42. Maer A.M., Rusinova R., Providence L.L., Ingólfsson H.I., Collingwood S.A., Lundbæk J.A., Andersen O.S. 2022. Regulation of gramicidin channel function solely by changes in lipid intrinsic curvature. Front. Physiol. 13, 836789.
  43. Horner A., Akimov S.A., Pohl P. 2013. Long and short lipid molecules experience the same interleaflet drag in lipid bilayers. Phys. Rev. Lett. 110, 268101.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Энергия пленки с порой радиуса R в модели Дерягина–Гутопа. График построен в предположении, что к пленке приложено латеральное натяжение Σ = 2 мН/м, линейное натяжение кромки поры γ = 10 пН.

Скачать (84KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Гидрофобный дефект в асимметричной по составу монослоев мембране. Схематически показано сечение мембраны с дефектом плоскостью, проходящей через ось вращательной симметрии системы.

Скачать (161KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Деформации мембраны вблизи гидрофобного цилиндра. Схематически показано сечение мембраны с дефектом плоскостью, проходящей через ось вращательной симметрии системы. Радиус дефекта R, длина гидрофобного цилиндра L. При заданном радиусе R гидрофобного цилиндра его длина L определяется из условия минимальности полной (гидрофобной и упругой) энергии.

Скачать (158KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Зависимость энергии поры от радиуса в симметричной мембране. Спонтанная кривизна двух монослоев считалась одинаковой. От верхней (оранжевой) к нижней (светло-зеленой) кривой спонтанная кривизна изменяется от J0 = –0.20 нм–1 до J0 = +0.25 нм–1 с шагом 0.05 нм–1.

Скачать (139KB)
Метаданные
6. Рис. 5. Зависимости от радиуса энергии поры в мембранах, асимметричных по спонтанной кривизне монослоев (жирные черные кривые): а – Ju = –0.1 нм–1, Jl = –0.3 нм–1; б – Ju = 0, Jl = –0.2 нм–1; в – Ju = +0.1 нм–1, Jl = –0.1 нм–1; г – Ju = +0.2 нм–1, Jl = 0. Для сравнения на панелях а–г также показаны зависимости энергии поры от радиуса в симметричных мембранах, спонтанная кривизна двух монослоев которых одинакова и изменяется от J0 = –0.20 нм–1 (верхние оранжевые кривые) до J0 = +0.25 нм–1 (нижние светло-зеленые кривые) с шагом 0.05 нм–1, аналогично рис. 4.

Скачать (516KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2025